Ein Forschungsteam aus Harvard hat einen Silizium-Chip vorgestellt, der 64 verschiedene DNA-Stränge gleichzeitig aufbaut und dabei ohne die üblichen aggressiven Lösungsmittel auskommt. Statt klassischer Chemie steuern fein dosierte elektrische Ströme die Reaktion in einer wasserbasierten Umgebung. Damit übertrifft der Chip bisherige enzymatische Verfahren um mehr als das Fünffache. Wie er das schafft, hängt an einem raffinierten Trick mit dem Säuregrad an genau 64 winzigen Stellen.
Synthetische DNA gehört zu den wichtigsten Werkzeugen der modernen Biologie und Medizin. Sie wird für Diagnostiktests, für die gezielte Veränderung von Erbgut und in der Krebsforschung benötigt, außerdem als Baustein für neue Impfstoffe und Therapien. Hergestellt wird der Großteil dieser maßgeschneiderten Erbgutstränge bislang mit einem chemischen Verfahren, der sogenannten Phosphoramidit-Chemie. Dieses etablierte Verfahren kann zwar Millionen Sequenzen parallel produzieren, benötigt dafür jedoch gefährliche organische Lösungsmittel und zentrale Fertigungsanlagen. Ein Nukleotid ist dabei der einzelne Grundbaustein der DNA, und ein Strang entsteht, indem viele dieser Bausteine nacheinander in einer bestimmten Reihenfolge verknüpft werden. Je länger und je zahlreicher die gewünschten Sequenzen sind, desto aufwendiger und umweltbelastender wird die herkömmliche Produktion.
Als sanftere Alternative gilt die enzymatische DNA-Synthese, die im Wasser abläuft und dem natürlichen Vorgang in lebenden Zellen näherkommt. Enzyme sind biologische Katalysatoren, die den Aufbau der DNA gezielt beschleunigen, ohne dass aggressive Chemikalien nötig sind. Der Ansatz verspricht kleinere, sicherere und breiter verfügbare Geräte zum Schreiben von DNA. Bislang hinkte die enzymatische Methode der chemischen Massenfertigung jedoch deutlich hinterher, weil sie nur etwa ein Dutzend Sequenzen gleichzeitig erzeugen konnte. Genau an dieser Schwelle setzt die neue Arbeit an, denn der Chip aus Harvard hebt die Zahl der parallel gebauten Stränge auf 64 und markiert damit einen neuen Bestwert für diese Technologie. Jeder dieser Stränge kann bis zu 39 Nukleotide lang werden, was für viele diagnostische Anwendungen bereits ausreicht.
Der eigentliche Kniff steckt in der Art, wie die Reaktion räumlich kontrolliert wird. Die von einem Team um Donhee Ham an der Harvard John A. Paulson School of Engineering entwickelte Plattform trägt auf ihrer Oberfläche 64 einzelne Synthesestellen. DNA wächst immer Baustein für Baustein, wobei jedes frisch angefügte Nukleotid eine vorübergehende Blockade trägt, die weiteres Wachstum verhindert. Erst wenn diese Blockade entfernt wird, ein Schritt, den Fachleute Deprotektion nennen, kann das nächste Nukleotid folgen. Ausgelöst wird dieser Vorgang durch einen niedrigen pH-Wert, also durch lokale Säure im Wasser. Die Kunst besteht darin, diese Säure ausschließlich an jenen Stellen zu erzeugen, die im jeweiligen Zyklus tatsächlich einen neuen Baustein erhalten sollen.
Um das zu erreichen, sitzt an jeder Synthesestelle ein Paar konzentrischer Ringelektroden, in deren Mitte die DNA verankert ist. Die Chip-Elektronik leitet Strom in den inneren Ring und erzeugt dort Protonen, die den pH-Wert genau an den DNA-Strängen absenken und so die enzymatische Verlängerung anstoßen. Gleichzeitig zieht der äußere Ring Strom ab und verbraucht die nach außen diffundierenden Protonen, sodass die Säurezone nicht auf benachbarte Stellen überschwappt. Zyklus für Zyklus schaltet der Chip diese Säure-Operation nur an den fälligen Stellen ein und lässt dadurch 64 unterschiedliche Sequenzen nebeneinander entstehen. Die zugrunde liegende Elektronik stammte ursprünglich aus einem ganz anderen Kontext, nämlich der Ableitung elektrischer Signale aus Tausenden Nervenzellen, und wurde durch neu gestaltete Oberflächenelektroden für die Molekülsynthese umgewidmet.
Neben Anwendungen in synthetischer Biologie und Diagnostik zeigte das Team eine weitere Möglichkeit, indem es in die 64 Sequenzen einen 169 Byte langen Text codierte. Das verweist auf eine langfristige Perspektive, den DNA-Datenspeicher, bei dem digitale Informationen in der Abfolge der Erbgutbausteine abgelegt werden. Diese Idee ist nicht neu, denn bereits früher wurde ein Nanochip für DNA-Speicher vorgestellt, der Daten in Erbgutmolekülen sichert. Ein DNA-Datenspeicher bleibt allerdings eine fernere Anwendung, weil er Synthese in gewaltigem Maßstab verlangt. Gerade dieser Maßstab macht den wasserbasierten enzymatischen Weg jedoch attraktiv, denn je mehr DNA geschrieben werden muss, desto stärker fallen Lösungsmittelverbrauch und Umweltbelastung ins Gewicht.
Wie weit sich der Chip treiben lässt, testete das Team mit enger benachbarten Synthesestellen auf demselben Silizium-Baustein. Dieser Versuch scheiterte, lieferte aber einen der wichtigsten Befunde der Studie. Denn die Ursache lag nicht in der Elektronik, die den niedrigen pH-Wert weiterhin sauber lokalisierte, sondern in der Deprotektionschemie. Die Säure entfernt die Blockade nicht direkt, sondern erzeugt Zwischenmoleküle, die diese Aufgabe übernehmen. Diese Zwischenprodukte können zu Nachbarstellen wandern und die Grenzen zwischen den Syntheseorten verwischen. Für das Feld ergibt sich daraus ein klarer nächster Schritt, nämlich eine direktere, säuregetriebene Deprotektionschemie zu entwickeln, die mit der Präzision des Chips mithalten kann. Die im Fachjournal Nature Electronics veröffentlichte Arbeit entstand als Zusammenarbeit von Harvard, dem Broad Institute, dem Unternehmen DNA Script und der POSTECH und markiert einen Etappensieg auf dem Weg zu kompakten, umweltschonenden DNA-Fabriken.
Nature Electronics, Parallel enzymatic DNA synthesis using a semiconductor chip; doi:10.1038/s41928-026-01662-9